Влияние низких температур на структуру микробной биомассы в почвенных образцах при их хранении

Методом люминесцентной микроскопии проведена оценка структуры микробной биомассы в образцах горизонтов А и С чернозема, хранившихся при +5 и -70°С. Выявлено значительное уменьшение биомассы микроорганизмов при криохранении для образцов гумусового горизонта и в меньшей степени - для минерального горизонта. В образцах, хранившихся при температуре -70°С, отмечается сокращение длины грибного мицелия, уменьшение числа грибных спор большого диаметра ( d > > 5 мкм) и отсутствие самых крупных спор ( d > 7 мкм). Длина мицелия чистой культуры гриба Cadophora novi-eboraci несколько сокращалась после хранения при +5°С, а при отрицательных температурах (-18 и -80ºС) - уменьшалась на 28% в первые дни и на 32% на 14-е сутки инкубации. Полученные данные свидетельствуют, что хранение при отрицательных температурах приводит к потерям численности и биомассы микроорганизмов в почве. Таким образом, не рекомендуется использовать криохранение для почвенных образцов, в которых планируется оценивать структуру микробной биомассы прямым методом люминесцентной микроскопии.

структура биомассы, бактерии, грибы, Cadophora novi-eboraci, люминесцентная микроскопия, типичный чернозем, biomass structure, bacteria, fungi, Cadophora novi-eboraci, luminescent microscopy, typical chernozem, storage of samples

1. Василенко Е.С., Кутовая О.В., Тхакахова А.К., Мартынов А.С. Изменение численности микроорганизмов в зависимости от величины агрегатов миграционно-мицелярного чернозема // Бюл. Почв. ин-та им. В.В. Докучаева. 2014. Вып. 73. С. 85-97.

2. Головченко А.В., Добровольская Н.Г., Инишева Л.И. Структура и запасы микробной биомассы в олиготрофных торфяниках Южной тайги Западной Сибири // Почвоведение. 2002. № 12. С. 1468-1473.

3. Железова А.Д., Кутовая О.В., Дмитренко В.Н., Тхакахова А.К., Хохлов С.Ф. Оценка количества ДНК разных групп микроорганизмов в генетических горизонтах темно-серой почвы // Бюл. Почв. ин-та им. В.В. Докучаева. 2015. Вып. 78. С. 87-98.

4. Звягинцев Д.Г. Методы почвенной микробиологии и биохимии. М.: Изд-во Моск. ун-та. 1991. С. 302.

5. Иванова Е.А., Кутовая О.В., Тхакахова А.К., Чернов Т.И., Першина Е.В., Маркина Л.Г., Андронов Е.Е., Когут Б.М. Структура микробного сообщества агрегатов чернозема типичного в условиях контрастных вариантов сельскохозяйственного использования // Почвоведение. 2015. № 11. С. 1367-1382. doi: 10.7868/S0032180X15110088

6. Кутовая О.В., Гребенников А.М., Чевердин Ю.И., Маркина Л.Г. Влияние длительности использования агрочерноземов в земледелии на мезофауну и активность микрофлоры // Аграрная Россия. 2017. № 1. С. 2-9.

7. Кутовая О.В., Лебедева М.П., Тхакахова А.К., Иванова Е.А., Андронов Е.Е. Метагеномная характеристика биологического разнообразия крайнеаридных пустынных почв Казахстана // Почвоведение. 2015. № 5. С. 554-561. doi: 10.7868/S0032180X15050044

8. Кутовая О.В., Тхакахова А.К., Чевердин Ю.И. Влияние поверхностного переувлажнения на биологические свойства лугово-черноземных почв Каменной Степи // Бюл. Почв. ин-та им. В.В. Докучаева. 2016. Вып. 82. С. 56-70. doi: 10.19047/0136-1694-2016-82-56-70

9. Лысак Л.В., Лапыгина Е.В., Конова И.А., Звягинцев Д.Г. Численность и таксономический состав наноформ бактерий в некоторых почвах России // Почвоведение. 2010. № 7. С. 819-824.

10. Марфенина О.Е., Никитин Д.А., Иванова А.Е. Структура грибной биомассы и разнообразие культивируемых микромицетов в почвах Антарктиды (станции Прогресс и Русская) // Почвоведение. 2016. № 8. С. 991-999. doi: 10.7868/S0032180X16080074

11. Полянская Л.М., Гейдебрехт В.В., Звягинцев Д.Г. Биомасса грибов в различных типах почв // Почвоведение. 1995. №5. С. 566-572.

12. Полянская Л.М., Горбачева М.А., Милановский Е.Ю., Звягинцев Д.Г. Развитие микроорганизмов в аэробных и анаэробных условиях в черноземе // Почвоведение. 2010. № 3. С. 356-360.

13. Полянская Л.М., Звягинцев Д.Г. Содержание и структура микробной биомассы как показатель экологического состояния почв // Почвоведение. 2005. № 6. С. 706-714.

14. Семенов М.В., Манучарова Н.А., Степанов А.Л. Распределение метаболически активных представителей прокариот (архей и бактерий) по профилям чернозема и бурой полупустынной почвы // Почвоведение. 2016. № 2. С. 239-248. doi: 10.7868/S0032180X16020106

15. Хитров Н.Б., Герасимова М.И., Бронникова М.А., Зазовская Э.П. Центрально-черноземный государственный природный биосферный заповедник имени профессора В.В. Алехина // Путеводитель научных экскурсий XII Международного симпозиума и полевого семинара по палеопочвоведению. 2013. С. 122.

16. Чернов Т.И., Лебедева М.П., Тхакахова А.К., Кутовая О.В. Профильный анализ микробиомов сопряженных почв солонцового комплекса Прикаспийской низменности // Почвоведение. 2017. № 1. С. 71-76. doi: 10.7868/S0032180X1701004X

17. Ahmed M., Oades J.M., Ladd J.N. Determination of ATP in soil: effect of soil treatments // Soil Biol. Biochem. 1982. V. 14. P. 273-279. doi: 10.1016/0038-0717(82)90037-2

18. Anderson J.P.E., Domsch K.H. Quantities of plant nutrients in the microbial biomass of selected soils // Soil Science. 1980. V. 130. P. 211-216.

19. Anderson T.H., Domsch K.H. Ratios of microbial biomass carbon to total organic carbon in arable soils // Soil Biol. Biochem. 1989. V. 21. P. 471-479. doi: 10.1016/0038-0717(89)90117-X

20. Bloem J., Bolhuis P.R., Veninga M.R., Wieringa J. Microscopic methods for counting bacteria and fungi in soil // Methods Appl. Soil Microbiol. Biochem. 1995. P. 162-173.

21. Christie P., Beattie J.A.M. Significance of sample size in measurement of size microbial biomass by the chloroform fumigation-incubation method // Soil Biol. Biochem. 1987. V. 19. P. 149-152. doi: 10.1016/0038-0717(87)90074-5

22. Cui H., Wang C., Gu Z., Zhu H., Fu S., Yao Q. Evaluation of soil storage methods for soil microbial community using genetic and metabolic fingerprintings // Eur. J. f Soil Biol. 2014. V.63. P. 55-63. doi: 10.1016/j.ejsobi.2014.05.006

23. Eiland F. An improved method for determination of adenosine triphosphate (ATP) in soil // Soil Biol. Biochem. 1979. V. 11(3). P. l-35.

24. Henry H.A. Soil freeze-thaw cycle experiments: trends, methodological weaknesses and suggested improvements // Soil Biol. Biochem. 2007. V. 39(5). P. 977-986. doi: 10.1016/j.soilbio.2006.11.017

25. Maggi O., Tosi S., Angelova M., Lagostina E., Fabbri A.A., Pecoraro L., Turchetti B. Adaptation of fungi, including yeasts, to cold environments // Plant Biosystems-An Int. J. Dealing with all Aspects of Plant Biol. 2013. V. 147(1). P. 247-258. doi: 10.1080/11263504.2012.753135

26. Panikov N.S. Subzero Activity of Cold-Adapted Yeasts. In Cold-adapted Yeasts. Berlin Heidelberg, Springer, 2014. P. 295-323.

27. Travadon R., Lawrence D.P., Rooney-Latham S., Gubler W.D., Wilcox W.F., Rolshausen P.E., Baumgartner K. Cadophora species associated with wood-decay of grapevine in North America // Fungal Biol. 2015. V. 119(1). P. 53-66.

28. West A.W., Sparling G.P. Modifications to the substrate-induced respiration method lo permit measurement of microbial biomass in soils of-differing water contents // J. Microbiol. Methods. 1986. V. 5. P. 177-189. doi: 10.1016/0167-7012(86)90012-6

29. Zelles L., Adrian P., Bai Q.Y., Stepper K., Adrian M.V., Fischer K., Maier A., Ziegler A. Microbial activity measured in soils stored under different temperature and humidity conditions // Soil Biol. Biochem. 1991. V. 23(10). P. 955-962. doi: 10.1016/0038-0717(91)90176-K

30. Žifčáková L., Větrovský T., Howe A., Baldrian P. Microbial activity in forest soil reflects the changes in ecosystem properties between summer and winter // Environ. Microbiol. 2016. V. 18(1). P. 288-301. doi: 10.1111/1462-2920.13026