The impact of low temperatures on the structure of the microbial biomass during the soil samples storage

The assessment of the microbial biomass structure in the soil samples from A and C horizons, stored at the temperature of +5 and -70°С was conducted by a luminescence method. For the samples from the humus layer a significant decrease of biomass during the cryostorage was revealed. However, in the sample from the mineral layer at the same storage conditions such a decrease occurred in a lesser degree. The decrease of fungi mycelium length was observed in the sample, which was stored at the temperature -70°С. Also, the decrease of the number of fungi spores with large diameter ( d > 5 mkm) and the absence of the largest spores ( d > 7 mkm) was observed. The mycelium length of the pure culture of Cadophora novi-eboraci fungi was a bit decreased after the storage of samples at +5°С. Under conditions of negative temperatures (-18 and -80ºС) the mycelium length was decreased by 28% during the first days, and by 32% on the 14-th day of the incubation. The data obtained stipulate that the storage of samples under conditions of negative temperatures leads to the decrease of biomass and number of microorganisms within the soil. Therefore, it is not recommended to store soil samples under conditions of negative temperatures if it is planned to assess the structure of microbial biomass by the direct method of luminescent microscopy.

структура биомассы, бактерии, грибы, Cadophora novi-eboraci, люминесцентная микроскопия, типичный чернозем, biomass structure, bacteria, fungi, Cadophora novi-eboraci, luminescent microscopy, typical chernozem, storage of samples

1. Василенко Е.С., Кутовая О.В., Тхакахова А.К., Мартынов А.С. Изменение численности микроорганизмов в зависимости от величины агрегатов миграционно-мицелярного чернозема // Бюл. Почв. ин-та им. В.В. Докучаева. 2014. Вып. 73. С. 85-97.

2. Головченко А.В., Добровольская Н.Г., Инишева Л.И. Структура и запасы микробной биомассы в олиготрофных торфяниках Южной тайги Западной Сибири // Почвоведение. 2002. № 12. С. 1468-1473.

3. Железова А.Д., Кутовая О.В., Дмитренко В.Н., Тхакахова А.К., Хохлов С.Ф. Оценка количества ДНК разных групп микроорганизмов в генетических горизонтах темно-серой почвы // Бюл. Почв. ин-та им. В.В. Докучаева. 2015. Вып. 78. С. 87-98.

4. Звягинцев Д.Г. Методы почвенной микробиологии и биохимии. М.: Изд-во Моск. ун-та. 1991. С. 302.

5. Иванова Е.А., Кутовая О.В., Тхакахова А.К., Чернов Т.И., Першина Е.В., Маркина Л.Г., Андронов Е.Е., Когут Б.М. Структура микробного сообщества агрегатов чернозема типичного в условиях контрастных вариантов сельскохозяйственного использования // Почвоведение. 2015. № 11. С. 1367-1382. doi: 10.7868/S0032180X15110088

6. Кутовая О.В., Гребенников А.М., Чевердин Ю.И., Маркина Л.Г. Влияние длительности использования агрочерноземов в земледелии на мезофауну и активность микрофлоры // Аграрная Россия. 2017. № 1. С. 2-9.

7. Кутовая О.В., Лебедева М.П., Тхакахова А.К., Иванова Е.А., Андронов Е.Е. Метагеномная характеристика биологического разнообразия крайнеаридных пустынных почв Казахстана // Почвоведение. 2015. № 5. С. 554-561. doi: 10.7868/S0032180X15050044

8. Кутовая О.В., Тхакахова А.К., Чевердин Ю.И. Влияние поверхностного переувлажнения на биологические свойства лугово-черноземных почв Каменной Степи // Бюл. Почв. ин-та им. В.В. Докучаева. 2016. Вып. 82. С. 56-70. doi: 10.19047/0136-1694-2016-82-56-70

9. Лысак Л.В., Лапыгина Е.В., Конова И.А., Звягинцев Д.Г. Численность и таксономический состав наноформ бактерий в некоторых почвах России // Почвоведение. 2010. № 7. С. 819-824.

10. Марфенина О.Е., Никитин Д.А., Иванова А.Е. Структура грибной биомассы и разнообразие культивируемых микромицетов в почвах Антарктиды (станции Прогресс и Русская) // Почвоведение. 2016. № 8. С. 991-999. doi: 10.7868/S0032180X16080074

11. Полянская Л.М., Гейдебрехт В.В., Звягинцев Д.Г. Биомасса грибов в различных типах почв // Почвоведение. 1995. №5. С. 566-572.

12. Полянская Л.М., Горбачева М.А., Милановский Е.Ю., Звягинцев Д.Г. Развитие микроорганизмов в аэробных и анаэробных условиях в черноземе // Почвоведение. 2010. № 3. С. 356-360.

13. Полянская Л.М., Звягинцев Д.Г. Содержание и структура микробной биомассы как показатель экологического состояния почв // Почвоведение. 2005. № 6. С. 706-714.

14. Семенов М.В., Манучарова Н.А., Степанов А.Л. Распределение метаболически активных представителей прокариот (архей и бактерий) по профилям чернозема и бурой полупустынной почвы // Почвоведение. 2016. № 2. С. 239-248. doi: 10.7868/S0032180X16020106

15. Хитров Н.Б., Герасимова М.И., Бронникова М.А., Зазовская Э.П. Центрально-черноземный государственный природный биосферный заповедник имени профессора В.В. Алехина // Путеводитель научных экскурсий XII Международного симпозиума и полевого семинара по палеопочвоведению. 2013. С. 122.

16. Чернов Т.И., Лебедева М.П., Тхакахова А.К., Кутовая О.В. Профильный анализ микробиомов сопряженных почв солонцового комплекса Прикаспийской низменности // Почвоведение. 2017. № 1. С. 71-76. doi: 10.7868/S0032180X1701004X

17. Ahmed M., Oades J.M., Ladd J.N. Determination of ATP in soil: effect of soil treatments // Soil Biol. Biochem. 1982. V. 14. P. 273-279. doi: 10.1016/0038-0717(82)90037-2

18. Anderson J.P.E., Domsch K.H. Quantities of plant nutrients in the microbial biomass of selected soils // Soil Science. 1980. V. 130. P. 211-216.

19. Anderson T.H., Domsch K.H. Ratios of microbial biomass carbon to total organic carbon in arable soils // Soil Biol. Biochem. 1989. V. 21. P. 471-479. doi: 10.1016/0038-0717(89)90117-X

20. Bloem J., Bolhuis P.R., Veninga M.R., Wieringa J. Microscopic methods for counting bacteria and fungi in soil // Methods Appl. Soil Microbiol. Biochem. 1995. P. 162-173.

21. Christie P., Beattie J.A.M. Significance of sample size in measurement of size microbial biomass by the chloroform fumigation-incubation method // Soil Biol. Biochem. 1987. V. 19. P. 149-152. doi: 10.1016/0038-0717(87)90074-5

22. Cui H., Wang C., Gu Z., Zhu H., Fu S., Yao Q. Evaluation of soil storage methods for soil microbial community using genetic and metabolic fingerprintings // Eur. J. f Soil Biol. 2014. V.63. P. 55-63. doi: 10.1016/j.ejsobi.2014.05.006

23. Eiland F. An improved method for determination of adenosine triphosphate (ATP) in soil // Soil Biol. Biochem. 1979. V. 11(3). P. l-35.

24. Henry H.A. Soil freeze-thaw cycle experiments: trends, methodological weaknesses and suggested improvements // Soil Biol. Biochem. 2007. V. 39(5). P. 977-986. doi: 10.1016/j.soilbio.2006.11.017

25. Maggi O., Tosi S., Angelova M., Lagostina E., Fabbri A.A., Pecoraro L., Turchetti B. Adaptation of fungi, including yeasts, to cold environments // Plant Biosystems-An Int. J. Dealing with all Aspects of Plant Biol. 2013. V. 147(1). P. 247-258. doi: 10.1080/11263504.2012.753135

26. Panikov N.S. Subzero Activity of Cold-Adapted Yeasts. In Cold-adapted Yeasts. Berlin Heidelberg, Springer, 2014. P. 295-323.

27. Travadon R., Lawrence D.P., Rooney-Latham S., Gubler W.D., Wilcox W.F., Rolshausen P.E., Baumgartner K. Cadophora species associated with wood-decay of grapevine in North America // Fungal Biol. 2015. V. 119(1). P. 53-66.

28. West A.W., Sparling G.P. Modifications to the substrate-induced respiration method lo permit measurement of microbial biomass in soils of-differing water contents // J. Microbiol. Methods. 1986. V. 5. P. 177-189. doi: 10.1016/0167-7012(86)90012-6

29. Zelles L., Adrian P., Bai Q.Y., Stepper K., Adrian M.V., Fischer K., Maier A., Ziegler A. Microbial activity measured in soils stored under different temperature and humidity conditions // Soil Biol. Biochem. 1991. V. 23(10). P. 955-962. doi: 10.1016/0038-0717(91)90176-K

30. Žifčáková L., Větrovský T., Howe A., Baldrian P. Microbial activity in forest soil reflects the changes in ecosystem properties between summer and winter // Environ. Microbiol. 2016. V. 18(1). P. 288-301. doi: 10.1111/1462-2920.13026