Preview

Бюллетень Почвенного института имени В.В. Докучаева

Расширенный поиск

Зимография: особенности постановки метода визуализации активности ферментов в почвах

https://doi.org/10.19047/0136-1694-2022-113-58-89

Аннотация

Ферменты, продуцируемые почвенной биотой, являются ключевым звеном в регуляции биохимических процессов. Активность ферментов в почве может быть визуализирована с помощью зимографии – метода, основанного на применении флуоресцирующих субстратов и позволяющего получать двумерные изображения (зимограммы). Авторами предложен вариант зимографической установки, представлены параметры освещения, фотоаппаратуры и режимов съемки, подготовка реактивов и калибровка. На примере контрастных по гранулометрическому составу почв (песок и тяжелый суглинок) детально описаны процессы подготовки образцов к анализу и сам анализ. Рассмотрены различные варианты внесения субстрата: раскапывание, окунание, насыщение, также проведена оценка влияния длительности инкубирования образцов на качество получаемых изображений. Оценены возможности и недостатки метода, предложены варианты решения методических проблем, возникающих в процессе анализа. Зимография – перспективный метод, позволяющий сопоставить данные с результатами других методов. Использование нейросетевых технологий позволяет с высокой достоверностью получить объемное распределение почвенных ферментов. Зимография требует качественно проделанной подготовительной работы и предельной аккуратности при проведении анализа. Необходимо обеспечить максимальный контакт между субстратом и почвой, так как это один из ключевых факторов, определяющих качество результатов. Установлено, что наиболее оптимальным способом внесения субстрата является насыщение мембран в растворе на протяжении 60 минут. На данном этапе развития метода нет возможности установить универсальное время инкубирования образцов, так как оно зависит от ряда характеристик как исследуемой почвы, так и условий проведения зимографии. При презентации результатов метода необходимо детально документировать условия его проведения.

Об авторах

М. В. Тимофеева
ФГБНУ ФИЦ "Почвенный институт имени В.В.Докучаева"
Россия

Закончила магистратуру кафедры общего почвоведения (факультет почвоведения МГУ) в 2019.

Область интересов: функционирование криогенных почв, торфяные почвы, методические особенности определения параметров биологической активности почв 



К. Н. Абросимов
ФГБНУ ФИЦ "Почвенный институт имени В.В.Докучаева"
Россия


А. В. Юдина
ФГБНУ ФИЦ "Почвенный институт имени В.В.Докучаева"
Россия


Д. С. Фомин
ФГБНУ ФИЦ "Почвенный институт имени В.В.Докучаева"
Россия


В. В. Клюева
ФГБНУ ФИЦ "Почвенный институт имени В.В.Докучаева"
Россия


Список литературы

1. Даденко Е.В., Казеев К.Ш., Колесников С.И., Вальков В.Ф. Изменение ферментативной активности при хранении почвенных образцов // Почвоведение. 2009. № 12. С. 1481–1486.

2. Девятова Т.А. Ферментативная активность чернозема выщелоченного при длительном систематическом применении удобрений // Агрохимия. 2006. № 1. С 12–15.

3. Ефремова Т.Т., Овчинникова Т.М. Сезонная оксиредуктазная активность осушенных торфяных почв в связи с гидротермическими условиями среды // Сибирский экологический журнал. 2008. Т. 15. № 3. С. 441–449.

4. Инишева Л.И., Ивлева С.Н., Щербакова Т.А. Руководство по определению ферментативной активности торфяных почв и торфов. Т.: Национальный исследовательский Томский государственный университет, 2003. 119 с.

5. Каширская Н.Н., Плеханова Л Н., Чернышева Е.В., Ельцов М.В., Удальцов С.Н., Борисов А.В. Пространственно-временные особенности фосфатазной активности естественных и антропогенно-преобразованных почв // Почвоведение. 2020. № 1. С. 89–101. DOI: 10.1134/S0032180X20010098.

6. Хазиев Ф.Х. Методы почвенной энзимологии. М.: Наука, 1990. 192 с.

7. Alkorta I., Aizpurua A., Riga P., Albizu I., Amézaga I., Garbisu C. Soil enzyme activities as biological indicators of soil health // Rev. Environ. Health. 2003. Vol. 18. No. 1. P. 65–73. DOI: 10.1515/REVEH.2003.18.1.65.

8. Baldrian P., Větrovský T. Scaling down the analysis of environmental processes: Monitoring enzyme activity in natural substrates on a millimeter resolution scale // Appl. Environ. Microbiol. 2012. Vol. 78. No. 9. P. 3473–3475. DOI: 10.1128/AEM.07953-11.

9. Bilyera N., Kuzyakova I., Guber A., Razavi B.S., Kuzyakov Y. How “hot” are hotspots: Statistically localizing the high-activity areas on soil and rhizosphere images // Rhizosphere. 2020. Vol. 16. P. 100259. DOI: 10.1016/j.rhisph.2020.100259.

10. Bilyera N., Zhang X., Duddek P., Fan L., Banfield C.C., Schlüter S., Carminati A., Kaestner A., Ahmed M.A., Kuzyakov Y., Dippold M.A., Spielvogel S., Razavi B.S. Maize genotype-specific exudation strategies: an adaptive mechanism to increase microbial activity in the rhizosphere // Soil Biol. Biochem. 2021. Vol. 162. P. 108426. DOI: 10.1016/j.soilbio.2021.108426.

11. Burns R.G. Soil enzymology // Sci. Prog. 1977. Vol. 64. No. 254. P. 275–285. URL: https://www.jstor.org/stable/43420415.

12. Burns R.G., DeForest J.L., Marxsen J., Sinsabaugh R.L., Stromberger M.E., Wallenstein M.D., Weintraub M.N., Zoppini A. Soil enzymes in a changing environment: Current knowledge and future directions // Soil Biol. Biochem. 2013. Vol. 58. P. 216–234. DOI: 10.1016/j.soilbio.2012.11.009.

13. Cao T., Kong X., He W., Chen Y., Fang Y., Li Q., Chen Q., Luo Y., Tian X. Spatiotemporal characteristics of enzymatic hotspots in subtropical forests: In situ evidence from 2D zymography images // Catena. 2022. Vol. 216. P. 106365. DOI: 10.1016/j.catena.2022.106365.

14. Dong S., Brooks D., Jones M.D., Grayston S.J. A method for linking in situ activities of hydrolytic enzymes to associated organisms in forest soils // Soil Biol. Biochem. 2007. Vol. 39. No. 9. P. 2414–2419. DOI: 10.1016/j.soilbio.2007.03.030.

15. Duan C., Fang L., Yang C., Chen W., Cui Y., Li S. Reveal the response of enzyme activities to heavy metals through in situ zymography // Ecotoxicol. Environ. Saf. Safety. 2018. Vol. 156. P. 106–115. DOI: 10.1016/j.ecoenv.2018.03.015.

16. Ge T., Wei X., Razavi B.S., Zhu Z., Hu Y., Kuzyakov Y., Jones D.L., Wu J. Stability and dynamics of enzyme activity patterns in the rice rhizosphere: effects of plant growth and temperature // Soil Biol. Biochem. 2017. Vol. 113. P. 108–115. DOI: 10.1016/j.soilbio.2017.06.005 .

17. Gianfreda L., Bollag J.M. Effect of soils on the behavior of immobilized enzymes // SSSA Journal. 1994. Vol. 58. No. 6. P. 1672–1681. DOI: 10.2136/sssaj1994.03615995005800060014x.

18. Giles C.D., Dupuy L., Boitt G., Brown L.K., Condron L.M., Darch T., Blackwell M.S.A., Menezes-Blackburn D., Shand C.A., Stutter M.I., Lumsdon D.G., Wendler R., Cooper P., Wearing C., Zhang H., Haygarth P.M., Georgea T.S. Root development impacts on the distribution of phosphatase activity: improvements in quantification using soil zymography // Soil Biol. Biochem. 2018. Vol. 116. P. 158–166. DOI: 10.1016/j.soilbio.2017.08.011.

19. Gramms G., Voigt K.D., Kirsche B. Oxidoreductase enzymes liberated by plant roots and their effects on soil humic material // Chemosphere. 1999. Vol. 38. P. 1481–1494. DOI: 10.1016/S0045-6535(98)00369-5.

20. Guber A., Kravchenko A., Razavi B.S., Uteau D., Peth S., Blagodatskaya E., Kuzyakov Y. Quantitative soil zymography: mechanisms, processes of substrate and enzyme diffusion in porous media // Soil Biol. Biochem. 2018. Vol. 127. P. 156–167. DOI: 10.1016/j.soilbio.2018.09.030.

21. Guber A., Kravchenko A., Razavi B.S., Blagodatskaya E., Kuzyakov Y. Calibration of 2‐D soil zymography for correct analysis of enzyme distribution // Eur. J. Soil Sci. 2019. Vol. 70. No. 4. P. 715–726. DOI: 10.1111/ejss.12744.

22. Guber A., Blagodatskaya E., Juyal A., Razavi B.S., Kuzyakov Y., Kravchenko A. Time-lapse approach to correct deficiencies of 2D soil zymography // Soil Biol. Biochem. 2021. Vol. 157. P. 108225. DOI: 10.1016/j.soilbio.2021.108225.

23. Hapca S., Baveye P. C., Wilson C., Lark R. M., Otten W. Three-dimensional mapping of soil chemical characteristics at micrometric scale by combining 2D SEM-EDX data and 3D X-Ray CT images // Plos one. 2015. Vol. 10. No. 9. P. e0137205. DOI: 10.1371/journal.pone.0137205 .

24. Heitkötter J., Marschner B. Soil zymography as a powerful tool for exploring hotspots and substrate limitation in undisturbed subsoil. Soil Biol. Biochem. 2018. Vol. 124. P. 210–217. DOI: 10.1016/j.soilbio.2018.06.021.

25. Hoang D.T.T., Razavi B.S., Kuzyakov Y., Blagodatskaya E. Earthworm burrows: kinetics and spatial distribution of enzymes of C-, N-and P-cycles // Soil Biol.Biochem. 2016. Vol. 99. P. 94–103. DOI: 10.1016/j.soilbio.2016.04.021.

26. Khosrozadeh S., Guber A., Kravchenko A., Ghaderi N., Blagodatskaya E. Soil oxidoreductase zymography: Visualizing spatial distributions of peroxidase and phenol oxidase activities at the root-soil interface // Soil Biol. Biochem. 2022. Vol. 167. P. 108610. DOI: 10.1016/j.soilbio.2022.108610.

27. Kravchenko A., Guber A., Razavi B.S., Koestel J., Blagodatskaya E., Kuzyakov Y. Spatial patterns of extracellular enzymes: combining X-ray computed micro-tomography and 2D zymography // Soil Biol. Biochem. 2019a. Vol. 135. P. 411–419. DOI: 10.1016/j.soilbio.2019.06.002.

28. Kravchenko A.N., Guber A.K., Razavi B.S., Koestel J., Quigley M.Y., Robertson G.P., Kuzyakov Y. Microbial spatial footprint as a driver of soil carbon stabilization // Nat. Commun. 2019b. Vol. 10. No. 1. P. 1–10. DOI: 10.1038/s41467-019-11057-4.

29. Kravchenko A., Guber A., Gunina A., Dippold M., Kuzyakov Y. Pore‐scale view of microbial turnover: Combining 14C imaging, μCT and zymography after adding soluble carbon to soil pores of specific sizes // Eur. J. Soil Sci. 2021. Vol. 72. No. 2. P. 593–607. DOI: 10.1111/ejss.13001.

30. Kuzyakov Y., Blagodatskaya E. Microbial hotspots and hot moments in soil: Concept and review // Soil Biol. Biochem. 2015. Vol. 83. P. 184–199. DOI: 10.1016/j.soilbio.2015.01.025.

31. Ma X., Razavi B.S., Holz M., Blagodatskaya E., Kuzyakov Y. Warming increases hotspot areas of enzyme activity and shortens the duration of hot moments in the root-detritusphere // Soil Biol. Biochem. 2017. Vol. 107. P. 226–233. DOI: 10.1016/j.soilbio.2017.01.009 .

32. Pinton R., Varanini Z., Nannipieri P. The rhizosphere as a site of biochemical interactions among soil components, plants, and microorganisms // The rhizosphere. CRC Press, 2000. P. 17–34.

33. Rao M.A., Violante A., Gianfreda L. Interaction of acid phosphatase with clays, organic molecules and organo-mineral complexes: kinetics and stability // Soil Biol. Biochem. 2000. Vol. 32. P. 1007–1014.

34. Razavi B.S., Zarebanadkouki M., Blagodatskaya E., Kuzyakov Y. Rhizosphere shape of lentil and maize: spatial distribution of enzyme activities // Soil Biol. Biochem. 2016. Vol. 96. P. 229–237. DOI: 10.1016/j.soilbio.2016.02.020.

35. Razavi B.S., Zhang X., Bilyera N., Guber A., Zarebanadkouki M. Soil zymography: simple and reliable? Review of current knowledge and optimization of the method // Rhizosphere. 2019. Vol. 11. P. 100161. DOI: 10.1016/j.rhisph.2019.100161.

36. Razavi B.S., Hoang D., Kuzyakov Y. Visualization of enzyme activities in earthworm biopores by in situ soil zymography // Methods in Molecular Biology. Zymography. N.Y.: Humana Press, 2017. P. 229–238. DOI: 10.1007/978-1-4939-7111-4.

37. Sanaullah M., Razavi B.S., Blagodatskaya E., Kuzyakov Y. Spatial distribution and catalytic mechanisms of β-glucosidase activity at the root-soil interface // Biol. Fertil. Soils. 2016. Vol. 52. P. 505–514. DOI: 10.1007/s00374-016-1094-8.

38. Schindelin J., Arganda-Carreras I., Frise E., Kaynig V., Longair M., Pietzsch T., Preibisch S., Rueden С., Saalfeld S., Schmid B., Tinevez J.-Y., White D.J., Hartenstein V., Eliceiri K., Tomancak P., Cardola A. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis // Nature methods. 2012. Vol. 9. No. 7. P. 676–682. DOI: 10.1038/nmeth.2019.

39. Schofield E.J., Brooker R.W., Rowntree J.K., Price E.A.C., Brearley F.Q., Paterson E. Plant-plant competition influences temporal dynamism of soil microbial enzyme activity // Soil Biol. Biochem. 2019. Vol. 139. P. 107615. DOI: 10.1016/j.soilbio.2019.107615.

40. Spohn M., Kuzyakov Y. Distribution of microbial-and root-derived phosphatase activities in the rhizosphere depending on P availability and C allocation – Coupling soil zymography with 14C imaging // Soil Biol. Biochem. 2013. Vol. 67. P. 106–113. DOI: 10.1016/j.soilbio.2013.08.015.

41. Spohn M., Carminati A., Kuzyakov Y. Soil zymography – a novel in situ method for mapping distribution of enzyme activity in soil // Soil Biol. Biochem. 2013. Vol. 58. P. 275–280. DOI: 10.1016/j.soilbio.2012.12.004.

42. Spohn M., Kuzyakov Y. Spatial and temporal dynamics of hotspots of enzyme activity as affected by living and dead roots – a soil zymography analysis// Plant Soil. 2014. Vol. 379. P. 67–77. DOI: 10.1007/s11104-014-2041-9.

43. Steinweg J.M., Dukes J.S., Paul E.A., Wallenstein M.D. Microbial responses to multi-factor climate change: effects on soil enzymes // Front. Microbiol. 2013. Vol. 4. P. 146. DOI: 10.3389/fmicb.2013.00146 .

44. Tabatabai M.A., Dick W.A. Enzymes in soil: research and developments in measuring activities // Enzymes in the environment: Activity, ecology, and applications. N.Y.: Marcel Dekker, 2002. P. 567–596.

45. Wallenstein M.D., Weintraub M.N. Emerging tools for measuring and modeling the in-situ activity of soil extracellular enzymes // Soil Biol. Biochem. 2008. Vol. 40. No. 9. P. 2098–2106. DOI: 10.1016/j.soilbio.2008.01.024.


Рецензия

Для цитирования:


Тимофеева М.В., Абросимов К.Н., Юдина А.В., Фомин Д.С., Клюева В.В. Зимография: особенности постановки метода визуализации активности ферментов в почвах. Бюллетень Почвенного института имени В.В. Докучаева. 2022;(113):58-89. https://doi.org/10.19047/0136-1694-2022-113-58-89

For citation:


Timofeeva M.V., Abrosimov K.N., Yudina A.V., Fomin D.S., Klyueva V.V. Zymography: developing of the enzyme soil activity visualization method. Dokuchaev Soil Bulletin. 2022;(113):58-89. (In Russ.) https://doi.org/10.19047/0136-1694-2022-113-58-89

Просмотров: 945


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 0136-1694 (Print)
ISSN 2312-4202 (Online)